English Polski
Tom 2, Nr 2 (2009)
Inne materiały uzgodnione z Redakcją
Opublikowany online: 2009-05-18

dostęp otwarty

Wyświetlenia strony 719
Wyświetlenia/pobrania artykułu 1989
Pobierz cytowanie

Eksport do Mediów Społecznościowych

Eksport do Mediów Społecznościowych

Mechanizmy patogenetyczne i cele terapeutyczne w chłoniaku rozlanym z dużych komórek B zależne od konstytutywnej aktywności tonicznej receptora B-komórkowego i programu transkrypcyjnego BCL6: od mikromacierzy DNA do racjonalnego leczenia

Przemysław Juszczyński
Journal of Transfusion Medicine 2009;2(2):41-72.

Streszczenie

Wielkokomórkowe chłoniaki rozlane B-komórkowe (DLBCL, diffuse large B-cell lymphoma) są najczęstszymi nowotworami układu chłonnego u ludzi dorosłych, a zarazem niezwykle heterogenną grupą chorób. Ich molekularną substrukturę odzwierciedlają w znacznym stopniu biologiczne uwarunkowania, scharakteryzowane uprzednio na podstawie globalnego profilu ekspresji genów i algorytmu consensus clustering w dwóch niezależnych grupach chorych. Badania te wykazały, że w obrębie chłoniaków DLBCL można wyróżnić trzy podtypy o odmiennej genetycznej charakterystyce. Profil ekspresji najliczniejszej ze zidentyfikowanych grup, nazwanej „BCR” (B-cell receptor signaling), charakteryzowała nadekspresja genów kodujących białka receptora B-komórkowego i kaskady transdukcji sygnału z tego receptora, w tym SYK (Spleen Tyrosine Kinase) oraz niektóre B-komórkowe czyniki transkrypcyjne, w tym BCL6. W grupie “BCR” obserwowano również częstsze niż w innych podtypach translokacje regionu 3q obejmujące locus BCL6. Obserwacje te sugerowały, że wzrost i proliferacja komórek tego molekularnego podtypu DLBCL może zależeć od ścieżek sygnałowych zależnych od receptora BCR i/lub od programu transkrypcyjnego BCL6. W celu zbadania tej hipotezy, przeprowadzono badania oceniające rolę tonicznego sygnału zależnego od kinazy SYK i konsekwencji inhibicji transdukcji tego sygnału in vitro, mechanizmy kontrolujące aktywność kinazy SYK, mechanizmy transkrypcyjne czynnika transkrypcyjnego BCL6 i konsekwencje wyłączenia funkcji BCL6 in vitro oraz interakcję pomiędzy funkcją czynnika transkrypcyjnego BCL6 i aktywnością receptora BCR w chłoniakach o molekularnej charakterystyce „BCR”.
W przeprowadzonych badaniach wykazano, że zarówno linie komórkowe o charakterystyce molekularnej odpowiadającej chłoniakom typu „BCR”, jak i pierwotne izolowane komórki nowotworowe pobrane od części chorych, wykazują konstytutywną toniczną aktywność kinazy SYK i jej bezpośredniego substratu, białka adaptorowego BLNK (B-cell linker protein). Zastosowanie wysokospecyficznego, ATP-kompetycyjnego inhibitora R406 in vitro prowadziło do zahamowania tonicznej i aktywowanej ligandem aktywności receptora BCR (mierzonej jako fosforylacja BLNK84) i prowadziło do apoptozy badanych komórek. Badania te wskazują, że SYK-zależny toniczny sygnał receptora BCR jest ważnym czynnikiem warunkującym proliferację komórek chłoniakowych o molekularnej charakterystyce „BCR” i może być terapeutycznym celem dla małocząsteczkowego inhibitora SYK. Wykazano ponadto, że komórki wrażliwe na działanie tego inhibitora można zidentyfikować na podstawie ich globalnego profilu ekspresji genów.
Kluczowa rola SYK w transdukcji i amplifikacji sygnału z receptora BCR sugerowała, że aktywność tej kinazy pozostaje pod ścisłą fizjologiczną kontrolą. W drugiej części badań wykazano, że kinaza ta jest substratem dla tkankowo-swoistej izoformy fosfatazy PTPROt (Protein Tyrosine Phosphatase, Receptor–type O, truncated). Wymuszona ekspresja PTPROt prowadziła do zahamowania fosforylacji SYK indukowanej ligandem i dystalnej blokady w transdukcji sygnału do kinaz ERK1/2. Nadekspresja PTPROt prowadziła również do zahamowania proliferacji komórek, a w konsekwencji do ich apoptozy. Apoptotyczną śmierć komórek wskutek nadekspresji PTPROt obserwowano również przy braku aktywacji receptora BCR, co sugeruje, że fosfataza ta reguluje także toniczną aktywność SYK.
Drugą podstawową charakterystyką chłoniaków DLBCL typu „BCR” jest nadekspresja czynnika transkrypcyjnego BCL6 i częstsze translokacje dotyczące tego onkogenu. Obserwacje te sugerowały, że ekspresja BCL6 może być dodatkowym czynnikiem warunkującym wzrost w tym podtypie molekularnym DLBCL. Chłoniaki DLBCL zależne od szlaków molekularnych regulowanych przez BCL6 powinny wykazywać skoordynowany profil ekspresji genów kontrolowanych przez BCL6, odrębny od profilu chłoniaków niezależnych od BCL6. W celu zbadania tej hipotezy, przeprowadzono genomową analizę regionów promotorowych regulowanych przez BCL6. Wykazano, że geny kontrolowane przez BCL6 były istotnie częściej reprezentowane w grupie „BCR”. W badaniach przeprowadzonych na liniach komórkowych, proapoptotyczny efekt inhibicji funkcji BCL6 peptydem BPI (BCL6-peptide inhibitor) obserwowano wyłącznie w liniach typu „BCR”.
Unikalna wrażliwość linii komórkowych typu „BCR” na inhibicję BCL6 sugerowała istnienie nieznanego dotychczas związku między działaniem tego czynnika transkrypcyjnego a sygnałem zależnym od receptora BCR. Celem zbadania postulowanego związku, przeanalizowano wpływ czynnika transkrypcyjnego BCL6 na poziom transkrypcji genów kodujących białka biorące udział w proksymalnych etapach transdukcji sygnału z BCR. W izolowanych, wysoko oczyszczonych frakcjach prawidłowych limfocytów, w tym naiwnych, germinalnych i komórkach pamięci oraz w dwóch grupach pacjentów z DLBCL, ekspresja transkryptu BCL6 pozostawała w odwrotnej korelacji z ekspresją transkryptu PTPROt. W dalszych badaniach funkcjonalnych wykazano, że BCL6 jest represorem transkrypcji genu PTPROt i bezpośrednio wiąże się z jego regionem promotorowym. Wyłączenie funkcji BCL6 poprzez mechanizm interferencji RNA powodowało nadekspresję PTPROt, defosforylację SYK oraz zahamowanie transdukcji sygnału z receptora BCR tylko w liniach komórkowych typu „BCR”. BCL6 kontrolował promotor PTPROt również w prawidłowych izolowanych germinalnych limfocytach B, wskazując, że BCL6 jest fizjologicznym regulatorem przekazywania sygnału z BCR. Przeprowadzone badania identyfikują dotychczas nieznaną funkcję BCL6 w regulacji aktywności kompleksu receptora BCR oraz wskazują na istotny mechanizm wrażliwości na inhibicję BCL6, zależny od zahamowania aktywności kinazy SYK. Badania te sugerują również, że skojarzone zahamowanie szlaków sygnałowych zależnych od BCL6 i receptora B-komórkowego może mieć charakter synergistyczny u chorych z chłoniakami DLBCL o charakterystyce molekularnej “BCR”.

Artykuł dostępny w formacie PDF

Pokaż PDF Pobierz plik PDF

Referencje

  1. Abramson JS, Shipp MA. Advances in the biology and therapy of diffuse large B-cell lymphoma: moving toward a molecularly targeted approach. Blood. 2005; 106(4): 1164–1174.
  2. Küppers R, Klein U, Hansmann ML, et al. Cellular origin of human B-cell lymphomas. N Engl J Med. 1999; 341(20): 1520–1529.
  3. Klein U, Goossens T, Fischer M, et al. Somatic hypermutation in normal and transformed human B cells. Immunol Rev. 1998; 162: 261–280.
  4. Klein U, Dalla-Favera R. Germinal centres: role in B-cell physiology and malignancy. Nat Rev Immunol. 2008; 8(1): 22–33.
  5. Kramer MH, Hermans J, Wijburg E, et al. Clinical relevance of BCL2, BCL6, and MYC rearrangements in diffuse large B-cell lymphoma. Blood. 1998; 92(9): 3152–3162.
  6. Pasqualucci L, Bhagat G, Jankovic M, et al. AID is required for germinal center-derived lymphomagenesis. Nat Genet. 2008; 40(1): 108–112.
  7. Pasqualucci L, Neumeister P, Goossens T, et al. Hypermutation of multiple proto-oncogenes in B-cell diffuse large-cell lymphomas. Nature. 2001; 412(6844): 341–346.
  8. International Non-Hodgkin's Lymphoma Prognostic Factors Project. A predictive model for aggressive non-Hodgkin's lymphoma. N Engl J Med. 1993; 329(14): 987–994.
  9. Monti S, Savage KJ, Kutok JL, et al. Molecular profiling of diffuse large B-cell lymphoma identifies robust subtypes including one characterized by host inflammatory response. Blood. 2005; 105(5): 1851–1861.
  10. Rosenwald A, Wright G, Chan WC, et al. Lymphoma/Leukemia Molecular Profiling Project. The use of molecular profiling to predict survival after chemotherapy for diffuse large-B-cell lymphoma. N Engl J Med. 2002; 346(25): 1937–1947.
  11. Wright G, Tan B, Rosenwald A, et al. A gene expression-based method to diagnose clinically distinct subgroups of diffuse large B cell lymphoma. Proc Natl Acad Sci U S A. 2003; 100(17): 9991–9996.
  12. Takahashi H, Feuerhake F, Kutok JL, et al. FAS death domain deletions and cellular FADD-like interleukin 1beta converting enzyme inhibitory protein (long) overexpression: alternative mechanisms for deregulating the extrinsic apoptotic pathway in diffuse large B-cell lymphoma subtypes. Clin Cancer Res. 2006; 12(11 Pt 1): 3265–3271.
  13. Gauld SB, Dal Porto JM, Cambier JC. B cell antigen receptor signaling: roles in cell development and disease. Science. 2002; 296(5573): 1641–1642.
  14. Monroe JG. ITAM-mediated tonic signalling through pre-BCR and BCR complexes. Nat Rev Immunol. 2006; 6(4): 283–294.
  15. Rolli V, Gallwitz M, Wossning T, et al. Amplification of B cell antigen receptor signaling by a Syk/ITAM positive feedback loop. Mol Cell. 2002; 10(5): 1057–1069.
  16. Kulathu Y, Hobeika E, Turchinovich G, et al. The kinase Syk as an adaptor controlling sustained calcium signalling and B-cell development. EMBO J. 2008; 27(9): 1333–1344.
  17. Kraus M, Alimzhanov MB, Rajewsky N, et al. Survival of resting mature B lymphocytes depends on BCR signaling via the Igalpha/beta heterodimer. Cell. 2004; 117(6): 787–800.
  18. Lam KP, Kühn R, Rajewsky K. In vivo ablation of surface immunoglobulin on mature B cells by inducible gene targeting results in rapid cell death. Cell. 1997; 90(6): 1073–1083.
  19. Smith SH, Reth M. Perspectives on the nature of BCR-mediated survival signals. Mol Cell. 2004; 14(6): 696–697.
  20. Wienands J, Larbolette O, Reth M. Evidence for a preformed transducer complex organized by the B cell antigen receptor. Proc Natl Acad Sci U S A. 1996; 93(15): 7865–7870.
  21. Küppers R. Mechanisms of B-cell lymphoma pathogenesis. Nat Rev Cancer. 2005; 5(4): 251–262.
  22. Cattoretti G, Chang CC, Cechova K, et al. BCL-6 protein is expressed in germinal-center B cells. Blood. 1995; 86(1): 45–53.
  23. Ye BH, Cattoretti G, Shen Q, et al. The BCL-6 proto-oncogene controls germinal-centre formation and Th2-type inflammation. Nat Genet. 1997; 16(2): 161–170.
  24. Fearon DT, Manders PM, Wagner SD. Bcl-6 uncouples B lymphocyte proliferation from differentiation. Adv Exp Med Biol. 2002; 512: 21–28.
  25. Fujita N, Jaye DL, Kajita M, et al. MTA3, a Mi-2/NuRD complex subunit, regulates an invasive growth pathway in breast cancer. Cell. 2003; 113(2): 207–219.
  26. Tunyaplin C, Shaffer AL, Angelin-Duclos CD, et al. Direct repression of prdm1 by Bcl-6 inhibits plasmacytic differentiation. J Immunol. 2004; 173(2): 1158–1165.
  27. Saito M, Gao J, Basso K, et al. A signaling pathway mediating downregulation of BCL6 in germinal center B cells is blocked by BCL6 gene alterations in B cell lymphoma. Cancer Cell. 2007; 12(3): 280–292.
  28. Ye BH, Lista F, Lo Coco F, et al. Alterations of a zinc finger-encoding gene, BCL-6, in diffuse large-cell lymphoma. Science. 1993; 262(5134): 747–750.
  29. Baron BW, Anastasi J, Montag A, et al. The human BCL6 transgene promotes the development of lymphomas in the mouse. Proc Natl Acad Sci U S A. 2004; 101(39): 14198–14203.
  30. Cattoretti G, Pasqualucci L, Ballon G, et al. Deregulated BCL6 expression recapitulates the pathogenesis of human diffuse large B cell lymphomas in mice. Cancer Cell. 2005; 7(5): 445–455.
  31. Polo JM, Dell'Oso T, Ranuncolo SM, et al. Specific peptide interference reveals BCL6 transcriptional and oncogenic mechanisms in B-cell lymphoma cells. Nat Med. 2004; 10(12): 1329–1335.
  32. Cerchietti LC, Yang SN, Shaknovich R, et al. A peptomimetic inhibitor of BCL6 with potent antilymphoma effects in vitro and in vivo. Blood. 2009; 113(15): 3397–3405.
  33. Chen L, Monti S, Juszczynski P, et al. SYK-dependent tonic B-cell receptor signaling is a rational treatment target in diffuse large B-cell lymphoma. Blood. 2008; 111(4): 2230–2237.
  34. Polo JM, Juszczynski P, Monti S, et al. Transcriptional signature with differential expression of BCL6 target genes accurately identifies BCL6-dependent diffuse large B cell lymphomas. Proc Natl Acad Sci U S A. 2007; 104(9): 3207–3212.
  35. Braselmann S, Taylor V, Zhao H, et al. R406, an orally available spleen tyrosine kinase inhibitor blocks fc receptor signaling and reduces immune complex-mediated inflammation. J Pharmacol Exp Ther. 2006; 319(3): 998–1008.
  36. Irish JM, Czerwinski DK, Nolan GP, et al. Altered B-cell receptor signaling kinetics distinguish human follicular lymphoma B cells from tumor-infiltrating nonmalignant B cells. Blood. 2006; 108(9): 3135–3142.
  37. Phan RT, Dalla-Favera R. The BCL6 proto-oncogene suppresses p53 expression in germinal-centre B cells. Nature. 2004; 432(7017): 635–639.
  38. Fujita N, Jaye DL, Geigerman C, et al. MTA3 and the Mi-2/NuRD complex regulate cell fate during B lymphocyte differentiation. Cell. 2004; 119(1): 75–86.
  39. Niu H, Ye BH, Dalla-Favera R. Antigen receptor signaling induces MAP kinase-mediated phosphorylation and degradation of the BCL-6 transcription factor. Genes Dev. 1998; 12(13): 1953–1961.
  40. Cornall RJ, Cheng AM, Pawson T, et al. Role of Syk in B-cell development and antigen-receptor signaling. Proc Natl Acad Sci U S A. 2000; 97(4): 1713–1718.
  41. Shaffer AL, Yu X, He Y, et al. BCL-6 represses genes that function in lymphocyte differentiation, inflammation, and cell cycle control. Immunity. 2000; 13(2): 199–212.
  42. Dent AL, Shaffer AL, Yu X, et al. Control of inflammation, cytokine expression, and germinal center formation by BCL-6. Science. 1997; 276(5312): 589–592.
  43. Oberley MJ, Tsao J, Yau P, et al. High-throughput screening of chromatin immunoprecipitates using CpG-island microarrays. Methods Enzymol. 2004; 376: 315–334.
  44. Trinklein ND, Aldred SF, Hartman SJ, et al. An abundance of bidirectional promoters in the human genome. Genome Res. 2004; 14(1): 62–66.
  45. Juszczynski P, Kutok JL, Li C, et al. BAL1 and BBAP are regulated by a gamma interferon-responsive bidirectional promoter and are overexpressed in diffuse large B-cell lymphomas with a prominent inflammatory infiltrate. Mol Cell Biol. 2006; 26(14): 5348–5359.
  46. Castillo-Davis CI, Hartl DL. GeneMerge--post-genomic analysis, data mining, and hypothesis testing. Bioinformatics. 2003; 19(7): 891–892.
  47. Benjamini Y, Drai D, Elmer G, et al. Controlling the false discovery rate in behavior genetics research. Behav Brain Res. 2001; 125(1-2): 279–284.
  48. Reiner A, Yekutieli D, Benjamini Y. Identifying differentially expressed genes using false discovery rate controlling procedures. Bioinformatics. 2003; 19(3): 368–375.
  49. Subramanian A, Tamayo P, Mootha VK, et al. Gene set enrichment analysis: a knowledge-based approach for interpreting genome-wide expression profiles. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005; 102(43): 15545–15550.
  50. Aguiar RC, Yakushijin Y, Kharbanda S, et al. PTPROt: an alternatively spliced and developmentally regulated B-lymphoid phosphatase that promotes G0/G1 arrest. Blood. 1999; 94(7): 2403–2413.
  51. Klein U, Tu Y, Stolovitzky GA, et al. Transcriptional analysis of the B cell germinal center reaction. Proc Natl Acad Sci U S A. 2003; 100(5): 2639–2644.
  52. Ranuncolo SM, Polo JM, Dierov J, et al. Bcl-6 mediates the germinal center B cell phenotype and lymphomagenesis through transcriptional repression of the DNA-damage sensor ATR. Nat Immunol. 2007; 8(7): 705–714.
  53. Irish JM, Czerwinski DK, Nolan GP, et al. Kinetics of B cell receptor signaling in human B cell subsets mapped by phosphospecific flow cytometry. J Immunol. 2006; 177(3): 1581–1589.
  54. Chen L, Juszczynski P, Takeyama K, et al. Protein tyrosine phosphatase receptor-type O truncated (PTPROt) regulates SYK phosphorylation, proximal B-cell-receptor signaling, and cellular proliferation. Blood. 2006; 108(10): 3428–3433.
  55. Campbell K. Signal transduction from the B cell antigen-receptor. Current Opinion in Immunology. 1999; 11(3): 256–264.
  56. Dal Porto JM, Gauld SB, Merrell KT, et al. B cell antigen receptor signaling 101. Mol Immunol. 2004; 41(6-7): 599–613.
  57. Johnson GL, Lapadat R. Mitogen-activated protein kinase pathways mediated by ERK, JNK, and p38 protein kinases. Science. 2002; 298(5600): 1911–1912.
  58. Amoui M, Baylink DJ, Tillman JB, et al. Expression of a structurally unique osteoclastic protein-tyrosine phosphatase is driven by an alternative intronic, cell type-specific promoter. J Biol Chem. 2003; 278(45): 44273–44280.
  59. Friedberg JW, Sharman J, Schaefer-Cutillo J, et al. Fostamatinib Disodium (FosD), An Oral Inhibitor of Syk, Is Well-Tolerated and Has Significant Clinical Activity in Diffuse Large B Cell Lymphoma (DLBCL) and Chronic Lymphocytic Leukemia (SLL/CLL). Blood (ASH Annual Meeting Abstracts. 2008; 112: Abstract.
  60. Seimiya H, Sawabe T, Inazawa J, et al. Cloning, expression and chromosomal localization of a novel gene for protein tyrosine phosphatase (PTP-U2) induced by various differentiation-inducing agents. Oncogene. 1995; 10(9): 1731–1738.
  61. Wiggins RC, Wiggins JE, Goyal M, et al. Molecular cloning of cDNAs encoding human GLEPP1, a membrane protein tyrosine phosphatase: characterization of the GLEPP1 protein distribution in human kidney and assignment of the GLEPP1 gene to human chromosome 12p12-p13. Genomics. 1995; 27(1): 174–181.
  62. Cheng AM, Rowley B, Pao W, et al. Syk tyrosine kinase required for mouse viability and B-cell development. Nature. 1995; 378(6554): 303–306.
  63. Turner M, Gulbranson-Judge A, Quinn ME, et al. Syk tyrosine kinase is required for the positive selection of immature B cells into the recirculating B cell pool. J Exp Med. 1997; 186(12): 2013–2021.
  64. Colucci F, Guy-Grand D, Wilson A, et al. A new look at Syk in alpha beta and gamma delta T cell development using chimeric mice with a low competitive hematopoietic environment. J Immunol. 2000; 164(10): 5140–5145.
  65. Ci W, Polo JM, Cerchietti L, et al. The BCL6 transcriptional program features repression of multiple oncogenes in primary B cells and is deregulated in DLBCL. Blood. 2009; 113(22): 5536–5548.