English Polski
Vol 8, No 4 (2015)
Review paper
Published online: 2015-12-30

open access

Page views 452
Article views/downloads 22659
Get Citation

Connect on Social Media

Connect on Social Media

Journal of Transfusion Medicine 4/2015-Kiła – nowa diagnostyka starej choroby. Dane prezentowane podczas seminarium „Postępy w badaniach przeglądowych dawców krwi” (Warszawa, 5–6 października 2015 r.)

ARTYKUŁ POGLĄDOWY

Kiła – nowa diagnostyka starej choroby. Dane prezentowane podczas seminarium „Postępy w badaniach przeglądowych dawców krwi” (Warszawa, 5–6 października 2015 r.)

Syphilis – new diagnostics old disease. Data presented at the seminar “Advances in blood donor screening” (Warsaw, 5–6 October 2015)

Ewa Sulkowska

Zakład Wirusologii Instytutu Hematologii i Transfuzjologii w Warszawie

J. Transf. Med. 2015; 8: 157–159

Wstęp

Kiła (łac. syphilis) to choroba zakaźna przenoszona najczęściej podczas kontaktów seksualnych, wywoływana przez bakterię Treponema pallidum (TP) należącą do rodziny Spirochaetaceae. Jedynym żywicielem tej bakterii jest człowiek. Okres wylęgania choroby wynosi 9–90 dni. Kiłę cechuje wieloletni przebieg z następującymi po sobie okresami objawowymi i bezobjawowymi. Może przebiegać w sposób utajony, ulegać samowyleczeniu lub wywoływać poważne zmiany narządowe. Zakaźność TP jest ściśle związana z okresem choroby, największa jest w dwóch pierwszych latach. Wiąże się to z obecnością u chorych zmian skórnych, którym towarzyszy wydzielina ze znaczną zawartością bakterii. Wyróżnia się kiłę nabytą i wrodzoną [1]. Krwiodawca znajdujący się w każdym ze stadiów choroby może przenieść zakażenie na biorcę.

Diagnostyka

Rozpoznanie choroby opiera się na obrazie klinicznym, wywiadzie epidemiologicznym oraz wynikach badań laboratoryjnych [2].

Diagnostyka bezpośrednia polega na identyfikacji żywych drobnoustrojów na podstawie ich morfologii. Treponema pallidum to spiralne bakterie Gram-ujemne o średnicy 0,1–0,4 μm i długości 5–20 μm, dobrze widoczne w ciemnym polu mikroskopu świetlnego. Czułość tej metody wynosi 70–80% [3].

Testem referencyjnym o najwyższej czułości jest próba biologiczna – test zakaźności królika (RIT, rabbit infectivity test). Polega on na dojądrowym zakażaniu królików – jest to jedyny skuteczny sposób namnażania krętka bladego [2].

Hodowla krętka bladego jest bardzo trudna, bakterie są wrażliwe na wysychanie i inne czynniki środowiska. Można utrzymać je przy życiu na podłożu znanym jako system hodowlany Fieldsteela. Podwojenie liczby bakterii następuje po 30–50 godzinach, po tym czasie tempo wzrostu spada i należy przenieść TP na kolejne podłoże [3].

W ostatnich latach prowadzone są badania nad metodami biologii molekularnej polegającymi na amplifikacji materiału genetycznego krętka bladego. Na początku lat 90. XX wieku opracowano pierwsze testy wykorzystujące polimerazową reakcję łańcuchową (PCR, polymerase chain reaction), w których amplifikowano fragmenty genów kodujących białka błonowe krętka bladego [4, 5]. Czułość metody była bardzo wysoka i wynosiła od 1–10 krętków w badanej próbce. Obecnie stosowane testy biologii molekularnej wykorzystujące metodę PCR amplifikują fragment genu kodującego DNA I (polA). Sekwencja nukleotydowa tego genu charakteryzuje się największą konserwatywnością. Tego typu testy mają bardzo wysoką czułość i swoistość porównywalną z próbą biologiczną. Znalazły one zastosowanie w badaniach diagnostycznych krwi, płynu mózgowo-rdzeniowego i owodniowego [6].

Jednak rutynowa diagnostyka nadal najczęściej opiera się na metodach pośrednich, wykrywających przeciwciała skierowane przeciwko antygenom krętka bladego. Wyróżnia się dwie grupy testów serologicznych:

  • klasyczne – antygenami stosowanymi w tych odczynach do wykrycia przeciwciał są antygeny lipidowe. Do testów klasycznych zalicza się tak zwane testy kłaczkujące: test Wassermana, Veneral Disease Research Laboratory (VDRL), Unheated Serum Reagin (USR). Stosuje się w nich antygen zastępczy – kardiolipinę [7]. Wykrywają przeciwciała przeciwlipidowe klasy IgG i IgM, wytwarzane również w przebiegu zakażeń innymi krętkami (np. brucelozie, boreliozie) oraz w chorobach o podłożu autoimmunologicznym (choroby reumatyczne, kolagenozy) [2, 5]. Czułość różnych testów niekrętkowych jest podobna, aczkolwiek ulega zmianie w poszczególnych okresach choroby. Uważa się, że dla kiły I okresu wynosi 80%, dla kiły II okresu i utajonej wczesnej – 100%, dla kiły utajonej i objawowej późnej – 71%, a dla kiły utajonej późnej – 40% [7, 8];
  • krętkowe – w których do wykrywania swoistych przeciwciał anty-TP wykorzystuje się antygeny krętków kiły. Do tego typu testów zaliczają się na przykład: T. pallidum immobilization test (TPI), Fluorescent Treponemal Antibody (FTA), Fluorescent Treponemal Antibody Absorbtion Test (FTA-ABS), Treponema Pallidum Haemagglutination Assay (TPHA), enzyme-linked immunosorbent assay (EIA), Western blot (WB) [7]. W porównaniu z testami klasycznymi charakteryzują się one większą swoistością i czułością. Wyniki dodatnie u większości zakażonych osób utrzymują się przez 2–3 tygodnie od chwili zakażenia w przypadku kiły pierwszorzędowej (która może trwać 6–9 tygodni od momentu zakażenia) oraz u 100% chorych w przypadku kiły drugorzędowej (która może trwać 9–15 tygodni od momentu zakażenia) [7].

Na podstawie oceny czułości i swoistości testów serologicznych wykrywających przeciwciała przeciwko TP Międzynarodowa Organizacja ds. Chorób Przenoszonych Drogą Płciową (IUSTI, International Union Against Sexually Transmitted Infections) zaleca stosowanie w badaniach przeglądowych testów swoistych – krętkowych, na przykład testów immunoenzymatycznych (EIA) [9].

Zgodnie z rekomendacjami IUSTI badania potwierdzające zakażenia TP należy wykonywać innym testem niż badanie przeglądowe. Zaleca się, aby do potwierdzenia wyników powtarzalnie reaktywnych wykorzystywać 2 rodzaje testów. Jeśli na przykład powtarzalnie reaktywny wynik testu przeglądowego uzyskano w teście EIA, badania weryfikacyjne powinny być wykonane za pomocą 2 spośród testów typu TPHA, FTA, FTA-ABS, WB.

W Polsce od 2012 roku do badań przeglądowych w kierunku TP u krwiodawców wykorzystywane są testy swoiste oparte na metodzie immunochemiluminescencji (CMIA, Chemiluminescent Microparticle Immunoassay), EIA, TPHA [10]. Stała dyskwalifikacja dawcy następuje po uzyskaniu wyniku dodatniego w przynajmniej 2 testach potwierdzenia. W przypadku uzyskania innych wyników nakładana jest dyskwalifikacja czasowa. Dawca z dyskwalifikacją czasową może ponownie oddawać krew po uzyskaniu wyników ujemnych w teście przeglądowym oraz testach potwierdzenia. Po potwierdzeniu zakażenia TP dawcę należy na stałe skreślić z rejestru dawców krwi, skierować do poradni wenerologicznej, zgłosić na odpowiednim formularzu do stacji SANEPID. Jeżeli w testach potwierdzenia uzyskamy rozbieżne wyniki (jeden dodatni, drugi ujemny/nieokreślony), może to świadczyć o wczesnym etapie zakażenia lub nieswoistych reakcjach. Należy nałożyć dyskwalifikację czasową na okres 3 miesięcy (długość tego okresu jest ściśle związana z czasem wylęgania choroby, sięgającym nawet 90 dni), następnie wykonać ponownie badania przeglądowe i weryfikacyjne. W kolejnych badaniach kontrolnych oczekujemy braku wyników nieswoistych lub potwierdzenia zakażenia (wyniki zgodnie reaktywne obu testów potwierdzenia). W trakcie procedury weryfikacji wyników reaktywnych badania przeglądowego należy zwrócić szczególną uwagę na wszelkie informacje o potencjalnie ryzykownych zachowaniach/sytuacjach. Niekiedy konieczne jest skierowanie krwiodawcy do poradni wenerologicznej na dalsze badania już po uzyskaniu jednego wyniku dodatniego w teście potwierdzenia.

Diagnostyka zakażeń TP jest istotna ze względu na zwiększoną liczbę zachorowań. Współczynnik zapadalności (liczba przypadków zachorowań na 100 000 mieszkańców) na kiłę w Polsce w ostatnich latach wynosił: 2010 r.–2,14, 2011 r.–2,2, 2012 r.–2,6, 2013 r. – 3,5, 2014 r. – 3,2 [11–14]. Równocześnie wyraźnie zmniejsza się liczba badań w kierunku diagnostyki T. pallidum w ośrodkach wenerologicznych. Przed reformą służby zdrowia w Polsce wykonywano około 8 milionów badań w kierunku zakażenia TP natomiast w 2011 roku było ich mniej niż 100 000 [12]. Również sytuacja epidemiologiczna w krajach sąsiadujących z Polską może budzić niepokój, ponieważ współczynnik zapadalności jest wyższy, często wielokrotnie: w Czechach wynosi 7,7, w Słowacji – 4,2, na Węgrzech – 5,5, na Łotwie – 10,3, na Litwie – 9,7, na Ukrainie – 27,5, a w Rosji – 59,3 [15].

Konflikt interesów

Praca powstała na podstawie wykładu wygłoszonego podczas seminarium „Postępy w badaniach przeglądowych dawców krwi” (Warszawa, 5–6 października 2015 r.), organizowanego przez Roche Diagnostics Polska Sp. z o.o. pod nadzorem merytorycznym Instytutu Hematologii i Transfuzjologii w Warszawie.

Piśmiennictwo

  1. Jakubowicz O. Kila – realne zagrożenie. Część I. Nowiny Lekarskie 2009; 78: 335–338.
  2. Jakubowicz O. Kila – realne zagrożenie. Część II. Nowiny Lekarskie 2010; 79: 334–336.
  3. Szewczyk E.M. Diagnostyka bakteriologiczna. PWN, Warszawa 2009: 181–183.
  4. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase. Science 1988; 239: 487–491.
  5. Burstein J.M., Grimprel E., Lukehart S.A., Nordgard M.V, Radolf J.D. Sensitive detection of Trepnema Pallidum by using the polymerase chain reaction. J. Clin. Microbiol. 1991; 29: 62–69.
  6. Liu H., Rodes B., Chen C.-Y., Steiner B. New tests for syphilis: ratial design of a PCR method for detection of Treponema pallidum in clinical specimens using unique regions of the DNA polymerase I gene. J. Clin. Microbiol. 2001; 39: 1941–1946.
  7. Pawińska A. Diagnostyka kiły. W: Brojer E., Grabarczyk P (red.). Czynniki zakaźne istotne w transfuzjologii. Fundacja Pro Farmacia Futura, Warszawa 2015; 224–230.
  8. Wicher K., Horowitz H.W, Wicher V Laboratory methods of diagnosis of syphilis for the beginning of the third millennium. Microbes Infect. 1999; 1: 1035–1049.
  9. Binnicker M. J. It is time to use treponema-specific antibody screening test for diagnosis of syphilis. J. Clin. Microbiol. 2012; 50: 2–6.
  10. Łętowska M. (red.). Medyczne zasady pobierania krwi, oddzielania jej składników i wydawania, obowiązujące w jednostkach organizacyjnych publicznej służby krwi. Praca zbiorowa, wyd. III. Warszawa 2014.
  11. Majewski S., Rudnicka I. Choroby przenoszone drogą płciową w Polsce w 2010 r. Przegl. Epidemiol. 2012; 66: 453–458.
  12. Majewski S., Rudnicka I. Choroby przenoszone drogą płciową w Polsce w 2011 r. Przegl. Epidemiol. 2013; 67: 379–381.
  13. Rocznik Statystyczny Rzeczpospolitej Polskiej 2013; 10: 387.
  14. Rocznik Statystyczny Rzeczpospolitej Polskiej 2014; 10: 388.
  15. Arasiewicz H., Kowalska M. Regionalne zróżnicowanie zapadalności na kiłę. Probl. Hig. Epidemiol. 2012; 93: 62–66.

Adres do korespondencji: mgr Ewa Sulkowska, Zakład Wirusologii, Instytut Hematologii i Transfuzjologii, ul. I. Gandhi 14, 02–776 Warszawa, e-mail: esulkowska@ihit.waw.pl